Anestesia degli animali da laboratorio
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- Sofia Zani
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1 Anestesia degli animali da laboratorio Dott.ssa V. Pagano Dottorato in Anestesiologia degli animali
2 La sperimentazione animale è parte integrante della ricerca medico chirurgica ed ha lo scopo di studiare problemi comuni della pratica clinica sviluppando nuovi metodi ed approcci terapeutici
3 Modelli in vivo NECESSITA DI ALLESTIRE PROTOCOLLI ANESTESIOLOGICI IN ANIMALI INUSUALI
4 rapporto costi/benefici non può essere raggiunto a scapito della sofferenza personale attrezzature ambienti farmaci e sistemi di erogazione materiali nel calcolo dei costi di una sperimentazione sull animale: costi dell anestesia sono ineliminabili
5 Procedure Sperimentali Sofferenza Dolore 1) Ragioni Etiche: Divinum est sedare dolorem (non vale solo per l uomo) 2) Ragioni Scientifiche: il dolore e il disagio inducono una serie di risposte fisiologiche che alterano la validità del modello animale.
6 Un appropriata tecnica anestetica elimina completamente il dolore durante la procedura chirurgica. ANESTESIA Condizione controllabile e reversibile nella quale la percezione di stimoli dolorifici e non, da parte del S.N.C., è soppressa. ANESTESIA GENERALE ANESTESIA LOCALE
7 Veterinaria l animale come paziente: patologia chirurgica Anestesia Sperimentale protocolli animali: preparati biologici* obiettivi * N.B. non deve interferire con i protocolli sperimentali
8 ANESTETICO IDEALE Semplice da somministrare Deve indurre stato di anestesia sufficiente e stabile Non deve influenzare le funzioni fisiologiche Deve possedere un azione reversibile Deve essere sicuro per gli animali e per il personale
9 Anestesia Locale Anestesia di superficie: spray o gel (interventi minori: es. cateterizz. uretere) Infiltrazione locale: biopsia cutanea Blocco nervoso locale: anestetico locale iniettato intorno al tronco nervoso (es. per arti inf. o coda) Anestesia Regionale: anestetico locale iniettato in prossimità del midollo spinale: a) spinale b) epidurale
10 Analgesia Anestesia Generale Perdita di Coscienza Soppressione dei Riflessi Rilasciamento Muscolare
11 Tecnica anestesiologica Anestetico Unico: agente inalatorio o iniettabile Utilizzo di più farmaci: A.G.B.(Anestesia Bilanciata) sinergismo con potenziamento
12 Fattori condizionanti l anestesia taglia età a) animali molto grossi (non adatti) b) animali piccoli ipotermia a) c. termoregolatore b) funzione epatica e renale c) dosi Metodi standard di contenzione specie
13 ratto topo Animale da hamster cavia esperimento coniglio maiale
14 ANESTESIA DEI RODITORI L'anestesia dei piccoli roditori presenta una serie di difficoltà legate alla loro: esigua mole corporea, elevata velocità metabolica, conformazione delle vie aeree, difficoltà di accesso vascolare.
15 Ratto specie docile facile contenzione preanestesia: Diazepam (0,1ml ogni 150gr. i.p.) Atropina (0,025 mg/kg sc) anestesia parenterale: Ketamina (100 mg/kg/i.m.) Metedomidina (0,25 mg/kg/i.m.) anestesia inalatoria: etere o fluotane (complessa da realizzare inquinamento ambiente)
16 Topo e Hamster Anestesia Parenterale XILAZINA: 20mg/ml15 mg/kg i.m. o i.p. KETAMINA 100mg/ml100 mg/kg i.m. o i.p. ATROPINA 0,2mg/ml0,02-0,05 mg/kg s.c. in alternativa: AVERTINA (Tribromoetanolo disciolto in metilbutanolo) 0.2 ml ogni 10 g i.p.
17 Cavia Visita preanestetica: (F.C., F.R., T.) Gruppo Protocollo Anestetico volume 1 Xilazina + Ace + Ketamina 0,5 ml/kg (8,57 mg /ml)+(1,4 2 mg /ml)+(4 2,8 5 mg /ml) 2 Zolazepam+Tiletamina 0,8 ml/kg/im 3 Diazepam + Ketamina 2,6 ml/kg/im 8 mg/kg/im mg/kg/im 4 Medetomidina+ Ketamina 0,9 ml/kg/ip 0,5 mg/kg i.p.+ 40 mg/kg/ip 5 Diazepam+ Fentanyl 3,5 ml/kg/ip 5 mg/kg/ipdopo 10' 0,3 mg/kg/im
18 MONITORAGGIO Il tempo di induzione, i riflessi palpebrale e flessorio, le frequenze cardiaca e respiratoria venivano rilevati clinicamente e registrati ogni 10'
19 MONITORAGGIO Il grado di analgesia veniva valutato osservando la risposta a stimoli applicati alla cute mediante scariche di 2,0-12 ma (1m.sec), erogati da uno stimolatore elettrico
20 MONITORAGGIO Il monitoraggio strumentale consisteva nella registrazione delle attività cardiocircolatoria e respiratoria mediante monitor multiparametrico.
21 ANTAGONISMO - xilazina e medetomidina atipamezolo (0,5 mg i.m.) - zolazepam flumazenil (0,5 mg/kg/i.p) -fentanil naloxone (0,8 mg/kg/i.m.)
22 Lagomorfi specie a rischio anestesiologico elevato - scarsa manegevolezza dosi - contenzione facile - agitazione, paura-stress: arresto cardiaco Problemi: - infezioni resp. persistenti ostruzioni vie aeree - difficile intubaz. difficile ventil. (VT basso-barotrauma)
23 Lagomorfi anestesia parenterale: Ketamina 44mg/kg i.m. Xilazina o Diazepam 5mg/kg anestesia inalatoria: Alotano Isoflurano= buona stabilità
24 Suini PROBLEMI DELLA ANESTESIA Peculiarita anatomofisiologica Indole reattiva ed eccitabile Ipotermia Accessi vascolari Salivazione Miopatie IM
25 Stabulazione in sede due giorni prima dell esperimento Visita preanestesiologica 12 ore prime dell intervento Digiuno 12 ore prima dell esperimento con accesso ad libitum all acqua Lavaggio e rasatura dei siti d accesso chirurgico ed anestesiologico (previa premedicazione) Preparazione
26 Premedicazione Atropina (0,025mg / Kg/i.m.) Butirrofenone (Azaperone 15mg/Kg/i.m.) Cicloesamina (Ketamina 15mg/Kg/i.m.) Butorfanolo ( 0,2 mg/kg i.m.)
27 Induzione Dopo minuti: Ketamina 5 mg/kg/e.v. Propofol 6 mg/kg/e.v. Butorfanolo 0,4 mg/kg/e.v.
28 Intubazione Posizione prona Laringoscopio Foregger lama retta 200 mm. Tubo endotracheale Magill 7-7,5 prolungato di 10 cm e cuffiato
29 Ventilazione Meccanica FiO2 40 % PAW 22cm H2O I/E 1:2 VT 10ml/kg FR 16 atti /min. Servo Ventilator 900C (Siemens)
30 Mantenimento Tempo Dosaggio Riduzione Inizio PROPOFOL: 6mg/Kg/h Dopo 2 ore 4mg/kg/h 1/3 Dopo 4 ore 2mg/kg/h 1/3 Mantenimento 2mg/kg/h KETAMINA: 1,1-2,2 mg/kg BUTORFANOLO: 0,2 mg/kg e.v. ogni 2h
31 Ruolo del Veterinario nella Sperimentazione Animale Non solo contenimento intraoperatorio Gestione dello Stabulario Conoscenza del comportamento di specie Conoscenza del singolo soggetto Corretto impiego di farmaci analgesici
32 Grazie per l attenzione
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