RICERCA DI MICOSI SUPERFICIALI SU CAMPIONI DERMATOLOGICI

FOR BM M S MEDICAL MYCOLOGY ITIS H BR OCIETY S METODO NAZIONALE STANDARD RICERCA DI MICOSI SUPERFICIALI SU CAMPIONI DERMATOLOGICI BSOP 39 Emesso da Standards Unit, Evaluations and Standards Laboratory Centre for Infections RICERCA DI MICOSI SUPERFICIALI IN CAMPIONI DERMETOLOGICI Revisione no: 1 Data di revisione: 14.03.07 Emesso da Standards Unit, Evaluations and Standards Laboratory Pagina no: 1 di 22 Questa SOP deve essere usata congiuntamente alle altre SOPs emesse dalla Health Protection Agency

STATO DEI METODI NAZIONALI STANDARD I Metodi Nazionali Standard, che includono le procedure operative standard (POS) algoritmi e linee guida, promuovono l adozione di elevati livelli di qualità, contribuendo ad assicurare la possibilità di confronto delle informazioni diagnostiche ottenute in laboratori diversi. Ciò consente la standardizzazione della sorveglianza sostenuta dalla ricerca, sviluppo e verifica, promovendo nello stesso tempo la salute pubblica e la fiducia del paziente nelle proprie strutture sanitarie. I metodi sono ben referenziati e rappresentano un buon standard minimo per la microbiologia clinica e per la salute pubblica. Comunque, utilizzando i Metodi Nazionali Standard, i laboratori dovranno tenere in considerazione le esigenze locali e potranno intraprendere ricerche addizionali. I metodi forniscono inoltre un punto di riferimento per un loro ulteriore sviluppo. I Metodi Nazionali Standard sono stati sviluppati, revisionati ed aggiornati con una procedura aperta di consenso ove le opinioni di tutti i partecipanti sono state tenute in adeguata considerazione ed i documenti elaborati riflettono il consenso della maggior parte degli stessi. I rappresentanti di alcune organizzazioni professionali, incluse quelle il cui logo appare sulla prima pagina, sono membri dei gruppi di lavoro che sviluppano i Metodi Nazionali Standard. L inclusione del logo di una organizzazione nella prima pagina implica sostegno agli obiettivi ed al processo di preparazione dei metodi standard. I componenti di queste organizzazioni scientifiche hanno partecipato allo sviluppo dei Metodi Nazionali Standard ma le loro opinioni personali non rispecchiano necessariamente quelle dell organizzazione di cui sono membri. L elenco attuale delle organizzazioni professionali partecipanti può essere ottenuto tramite e-mail all indirizzo standards@hpa.org.uk. Le prestazioni dei metodi standard sono condizionate dalla qualità di reagenti, strumentazione, procedure commerciali o prove messe a punto in loco. I laboratori dovrebbero assicurare che queste siano state validate e dimostrate idonee allo scopo prefissato. Devono essere adottate procedure di controllo di qualità interno ed esterno. Nonostante siano state osservate le più scrupolose attenzioni nella preparazione di questa pubblicazione, la Health Protection Agency o qualsiasi organizzazione di sostegno non può essere ritenuta responsabile dell accuratezza o dell utilizzo o di qualsiasi conseguenza derivante dall uso o da modifiche delle informazioni contenute in questo documento. Queste procedure sono intese solamente come una risorsa generale per i professionisti che esercitano in questo settore, operanti nel Regno Unito, pertanto si dovrà ricorrere ad altri consulenti quando ritenuto necessario. Se si apportano modifiche a questa pubblicazione, si deve porre in evidenza dove sono state apportate modifiche al documento originale. La Health Protection Agency (HPA) dovrà essere informata in ogni circostanza. La HPA è una organizzazione indipendente che ha lo scopo di proteggere la salute della popolazione. Ad essa confluiscono esperienze professionali già appartenenti ad organizzazioni ufficiali. Maggiori informazioni riferibili alla HPA possono essere ottenute al sito www.hpa.org.uk La HPA è un organizzazione che mira ad essere completamente in accordo con le direttive Caldicott. Ciò significa prendere ogni possibile precauzione per prevenire la diffusione non autorizzata di informazioni sui pazienti e di garantire che le informazioni relative agli stessi siano mantenute in condizioni di sicurezza 1. Maggiori dettagli possono essere ottenuti dal sito web. Contributi allo sviluppo dei documenti possono essere forniti contattando l indirizzo standards@hpa.org.uk. Per cortesia prendere nota che la bibliografia è attualmente formattata con il software Reference Manager. Se si modifica o si cancella il testo senza avere installato nel computer il Reference Manager; la bibliografia non sarà aggiornata automaticamente. Riferimento suggerito per questo documento: Health Protection Agency (2007). Investigation of dermatological specimens for superficial mycoses. National Standard Method BSOP 39 Emissione 1. http://www.hpa-standardmethods.org.uk/pdf_sops.asp. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 2 di 22

INDICE STATO DEI METODI NAZIONALI STANDARD... 2 INDICE... 3 PROCEDURA DI MODIFICA... 4 SCOPO DEL DOCUMENTO... 5 INTRODUZIONE... 5 1 CONSIDERAZIONI SULLA SICUREZZA... 10 1.1 PRELIEVO DEL CAMPIONE........... 10 1.2 TRASPORTO E CONSERVAZIONE DEL CAMPIONE...... 10 1.3 PROCEDURA ANALITICA SUL CAMPIONE...... 10 2 PRELIEVO DEL CAMPIONE... 10 2.1 TEMPO OTTIMALE PER PRELIEVO DEL CAMPIONE... 10 2.2 TIPO APPROPRIATO DI CAMPIONE E METODO DI PRELIEVO..... 11 2.3 QUANTITA ADEGUATA E NUMERO APPROPRIATO DI CAMPIONI...... 11 3 TRASPORTO E CONSERVAZIONE DEL CAMPIONE... 11 3.1 TEMPO FRA PRELIEVO DEL CAMPIONE E PROCEDURA ANALITICA...... 11 3.2 ACCORGIMENTI PARTICOLARI PER RIDURRE IL DETERIORAMENTO..... 11 4 PROCEDURA SUL CAMPIONE... 11 4.1 SELEZIONE DELLA PROVA....... 11 4.2 MICROSCOPIA..... 12 4.3 ESAME COLTURALE E MODALITA DI RICERCA....... 14 4.4 IDENTIFICAZIONE.. 18 4.10 SENSIBILITA AGLI ANTIMICROBICI. 18 5 PROCEDURA DI REFERTAZIONE... 18 5.1 MICROSCOPIA..... 18 5.2 COLTURA..... 18 5.3 PROVE DI SENSIBILITA AGLI ANTIMICROBICI... 19 6 SEGNALAZIONE ALLA HPA (LOCALE ED AL CDSC CENTER FOR INFECTIONS)... 19 7 RINGRAZIAMENTI E CONTATTI... 20 BIBLIOGRAFIA... 21 Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 3 di 22

PROCEDURA DI MODIFICA Documento di riferimento controllato Titolo del documento controllato BSOP 39 Ricerca di micosi superficiali in campioni dermatologici Ciascun Metodo Nazionale Standard possiede una registrazione separata con le modifiche. Le modifiche di questa revisione sono riportate in questa pagina. Le precedenti modifiche sono disponibili presso la standards@hpa.org.uk. Qualora vi sia una revisione di pagine o vengano emesse pagine nuove il proprietario di ciascun documento controllato dovrebbe aggiornare la copia in laboratorio. Modifica Numero/ Data Emissione no. Scartata Inserita Emissione no. Pagina Sessione(i) interessate Modifica Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 4 di 22

RICERCA DI MICOSI SUPERFICIALI IN CAMPIONI DERMATOLOGICI Tipi di campione: Cute Unghia Capelli SCOPO DEL DOCUMENTO Questo Metodo Nazionale Standard descrive le procedure per l isolamento di dermatofiti, muffe non dermatofitiche ed altri funghi da campioni cutanei, ungueali e capelli. Per la descrizione e le illustrazioni delle strutture osservabili al microscopio e/o nelle colture, fare riferimento ai testi 2-5 o al sito web doctor fungus http://www.doctorfungus.org/. INTRODUZIONE Dermatofiti I dermatofiti possono essere suddivisi in tre gruppi: antropofili, zoofili, e geofili. I dermatofiti antropofili sono trasmessi da uomo a uomo e sono quelli di maggior riscontro nella comunità. Le infezioni zoofile, o acquisite da animali, sono solitamente sporadiche. Le infezioni da dermatofiti geofili sono spesso trasmesse per stretto contatto col terreno o da un animale infettatosi col terreno. L infezione è diagnosticata dal rilievo d ife fungine nei campioni di cute, capelli o di unghie. E comunque importante eseguire l esame colturale per determinare il genere e la specie dell agente infettante. Questa procedura consente di somministrare la terapia più appropriata e definire una traccia epidemiologica. Le infezioni da dermatofiti (altrimenti note come tricofizie) sono di solito refertate come tinea, seguita dal termine latino della sede corporea interessata. Le infezioni dermatofitiche più frequenti sono la tinea pedis dell adulto (piede d atleta) e può comprendere anche la tinea unguium (infezione ungueale), e la tinea capitis (tricofizia del cuoio capelluto) nei bambini. L infezione da dermatofiti è a sede cutanea, ristretta di solito agli strati cornei non vitali nei pazienti immunocompetenti 6. Ciò e dovuto al fatto che i funghi dermatofiti non sono generalmente in grado di invadere tessuti non sufficientemente cheratinizzati, quali quelli profondi e le strutture degli organi. Le reazioni a queste infezioni possono variare da forme lievi a patologie gravi, condizionate da: risposta immunologica dell ospite, virulenza delle specie infettanti, sede dell infezione e fattori ambientali 6. Il gruppo dei funghi dermatofiti è classificato in tre generi: specie Epidermophyton, specie Microsporum e specie Trichophyton. Non-Dermatofiti Sono note muffe non dermatofitiche che possono infettare in modo diverso la cute, queste includono: Scytalidium dimidiatum, Scytalidium hyalinum (variante bianca di S. dimidiatum), Phaeoannellomyces werneckii e Piedraia hortae. Le muffe non-dermatofitiche, includenti quelle prima descritte, possono infettare unghie danneggiate da traumi, malattie o da pre-esistenti infezioni dermatofitiche. Sono note numerose muffe non dermatofitiche implicate nell infezione delle unghie; l isolamento di una muffa da un campione ungueale deve essere segnalato solo se sono state osservate rigorose procedure; infatti questo tipo di materiale è frequentemente contaminato da spore. La frequenza delle muffe non dermatofitiche nella diagnosi di infezione delle unghie è inferiore al 5%. I campioni di unghia friabili sono più frequentemente positivi. Le specie Candida, in modo particolare C. parapsilosis, C. guilliermondii e C. albicans, sono state Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 5 di 22

segnalate come causa importante di infezione ungueale 7. Scaglie cutanee sottili in sede toracica o dorsale suggeriscono la diagnosi di pytiriasis versicolor. La cute può essere un organo bersaglio per lo sviluppo d infezi oni metastatiche di probabile origine ematogena, determinate da numerosi agenti fungini che causano micosi sistemiche negli ospiti immunocompromessi (funghi filamentosi quali specie Aspergillus e Fusarium; specie Candida, Cryptococcus neoformans ecc). Talvolta funghi quali Sporothrix schenckii o C. neoformans possono penetrare nei tessuti per inoculo percutaneo e determinare localmente malattie invasive e talvolta sistemiche. Nei pazienti con trapianto renale, la criptococcosi e l infezione da HIV possono esordire con lesioni cutanee. Le ferite possono essere contaminate anche da muffe delle specie Aspergillus e Alternaria e da zigomiceti. Nella maggior parte dei casi la crescita del fungo sarà invasiva solo localmente, ma potrà determinare necrosi estesa dei tessuti. Occasionalmente si osservano pazienti con micosi primaria (invasiva, sistemica) nei quali l esordio è rappresentato da un infezione cutanea o mucosa (Paracoccidioides brasiliensis). Condizioni morbose quali istoplasmosi, blastomicosi, coccidioidomicosi, ed infezioni da Cladophialophora bantiana (già Xylohypha bantiana o Cladophialophora bantianum) e Penicillium marneffei possono pure esordire con manifestazioni di tipo cutaneo. Se la presenza di questi agenti infettivi è nota o ragionevolmente sospetta, i materiali clinici e le colture devono essere manipolati con attenzione in Condizioni di Contenimento 3. MANIFESTAZIONI CLINICHE DI INFEZIONI SUPERFICIALI FUNGINE 6 Tinea barbae L infezione della barba può manifestarsi in forma lieve o con grave follicolite pustolosa, che erroneamente, può essere diagnosticata come infezione da Staphylococcus aureus. Tinea barbae è spesso associata a dermatofiti zoofili quali Trichophyton verrucosum, Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes e raramente a Trichophyton mentagrophytes var. erinacei 8 : è stato isolato anche l antropofilo Trichophyton rubrum 8,9. Tinea capitis L infezione del cuoio capelluto è di solito causata da specie Microsporum o Trichophyton. L infezione può manifestare quadri clinici da lievi desquamazioni a reazioni infiammatorie gravi con follicolite, lesioni cicatriziali ed alopecia. Può essere coinvolta la superficie cutanea ed i capelli. La sede delle spore fungine può assumere valore diagnostico per le specie infettanti. Le definizioni utilizzate sono: Tinea corporis Ectotrix guaina di artroconidi (spore) formata all esterno del fusto del capello. Endothrix artroconidi contenuti all interno del fusto del capello. Ectoendotrix spore attorno ed all interno del fusto del capello. Favo Presenza di ife e spazi aerei all intero del fusto del capello. Infezione nota come tricofizia del corpo può coinvolgere il tronco, le spalle e gli arti. L infezione può manifestare quadri clinici da forme lievi a gravi, presentando di solito lesioni squamose con bordi eritematosi vescicolari rilevati chiaramente definiti. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 6 di 22

Tinea cruris Le infezione delle pieghe inguinali e delle sedi perianale e perinelale sono più frequenti nei maschi adulti. Trichophyton rubrum e Epidermophyton floccosum sono gli agenti eziologici di più frequente riscontro. Le lesioni sono da eritematose a marrone scuro ricoperte da scaglie sottili ed asciutte. Queste possono estendersi verso la parte interna della coscia e presentare un bordo rilevato, netto, talvolta con presenza di piccole vescicole. Tinea favosa (Favo) Determina una condizione patologica grave ad andamento cronico ed è la più comune in Africa ed Asia. Le tipiche croste (scutuli) si formano attorno ai follicoli di capelli infetti e sono costituite da detriti di materiale epiteliale e micelio. Questa manifestazione è di solito causata Trichophyton schoenleinii. Tinea imbricata Manifestazione ad andamento cronico, sostenuta dalla tinea corporis, riscontrata principalmente nelle Isole del Pacifico. Si manifesta con caratteristici anelli concentrici di scaglie sovrapposte. Agente eziologico unico, rappresentato dal Trichophyton concentricum. Tinea manuum Coinvolge i palmi e le aree interdigitali della mano. Si presenta di solito con ipercheratosi diffusa ed è comunemente causata dal T. rubrum e da altre specie di Trichophyton e Microsporum. Le mani possono divenire sede di infezioni da dermatofiti zoofili o geofili; lesioni di tipo infiammatorio possono coinvolgere dorso della mano e braccio. Tinea pedis (Piede d atleta) Sono interessate soprattutto le sindattilie e le piante dei piedi, in modo particolare, gli spazi interdigitali fra il quarto ed il quinto dito possono presentare macerazione, desquamazione e screpolature della pelle. Un altra forma clinica assume andamento cronico, aspetto squamoso con ipercheratosi a scaglie sottili di colore argento che ricopre aree rosate di pianta, calcagni e sedi laterali del piede. I più frequenti agenti causali della tinea pedis sono T. rubrum, T. mentagrophytes var. interdigitale ed E. floccosum. T. mentagrophytes causa un infiammazione acuta con presenza di vescicole, pustole e bolle. Tinea unguium / Onicomicosi La tinea unguium è stata descritta come invasione delle unghie da funghi dermatofiti; l infezione da non dermatofiti è stata classificata come onicomicosi. Il termine onicomicosi ha ora assunto una valenza generale e di conseguenza comprende ogni tipo di infezione fungina della sede ungueale 2. Sono noti quattro tipi di onicomicosi:! Onicomicosi distale e laterale subungueale è la forma più frequente, causata di solito da T. rubrum. E caratterizzata dall invasione dell iponichio sotto il letto ungueale e dei lati dell unghia con successiva diffusione all intera struttura! Onicomicosi subungueale prossimale, nota come onicomicosi subungueale bianca, è relativamente infrequente ed anche questa è causata dal T. rubrum. Il microrganismo invade la cuticola. Questa manifestazione infettiva è la più frequente nei pazienti con HIV/AIDS! Onicomicosi superficiale bianca, relativamente rara, è causata da funghi che invadono gli strati superiori dell unghia. Si presenta con isole bianche ben delimitate. L agente causale più frequente è T. mentagrophytes var. interdigitale. Spesso il coinvolgimento delle unghie delle dita è associato ad infezione da HIV! Infezioni da specie Candida, più frequentemente causate da C. albicans. L infezione ungueale può Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 7 di 22

iniziare in sede paranochiale e coinvolgere l unghia solo dopo interessamento del tessuto molle circostante. L infezione della parte distale dell unghia è associata alla malattia di Raynaud s! Onicomicosi distrofica totale, rappresenta lo stadio terminale della malattia. Può essere conseguente a tutte e quattro le condizioni descritte in precedenza Consultare la Tabella 1 per l elenco di dermatofiti, muffe e lieviti che causano infezione dell unghia. Pytiriasis versicolor (tinea versicolor) 10 Infezione dello strato corneo da lieviti lipofili del complesso Malassezia furfur. Il coinvolgimento dei tessuti è modesto, la malattia è principalmente di pertinenza cosmetica e causa cambiamenti della pigmentazione cutanea. I microrganismi del complesso M. Furfur non crescono su terreni per micologia di routine e la diagnosi, solitamente clinica, si avvale dell ispezione visiva della cute e del rilievo microscopico su raschiamenti cutanei di cellule del lievito associate ad elementi miceliari corti, ricurvi, non ramificati. INFORMAZIONE TECNICA Terreno Il Sabouraud (glucosio peptone) è il miglior terreno per l isolamento fungino di routine. Sono disponibili numerose preparazioni commerciali di tipo diverso, ciascuna capace di influenzare la morfologia finale delle colonie dei dermatofiti; è pertanto necessario che ogni laboratorio acquisisca competenze per riconoscere le diverse morfologie delle specie che si sviluppano sull agar in dotazione. Le piastre devono contenere terreno sufficiente a prevenire la disidratazione conseguente all incubazione prolungata. E particolarmente importante la presenza del cloramfenicolo per prevenire la crescita batterica. La cycloeximide inibisce lo sviluppo di muffe non dermatofitiche; non usare un terreno contenente questo composto se si sospetta la loro presenza. Incubazione I dermatofiti non si sviluppano a temperature superiori a 30 C; pertanto è importante che il termostato sia mantenuto a 28 C. L intervallo di tolleranza è compreso fra 26 C e 30 C. Trasporto del campione Sono disponibili alcune confezioni con marchio registrato da utilizzare per la raccolta ed il trasporto di campioni cutanei, ungueali e capelli. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 8 di 22

Tabella 1. Tipologia di campione in cui possono essere riscontrati dermatofiti, altre muffe e lieviti Tipi di campione/manifestazioni cliniche Funghi patogeni noti per essere comunemente associati ad infezione. Questo elenco non è esaustivo, altre specie fungine possono causare infezione Cute: Tinea barbae T. mentagropyhtes var. mentagrophytes, T. mentagropyhtes var erinacei, T. verrucosum, T. rubrum Tinea capitis M. audouinii, M. canis, T. mentagrophytes var. mentagrophytes, T. rubrum, T. tonsurans, T. soudanense, T. Violaceum Tinea corporis Tinea cruris Tinea imbricata Tinea manuum Tinea pedis Può essere causata da qualsiasi dermatofita T. rubrum, E. floccosum T. concentricum T. rubrum, T. mentagrophytes var. mentagrophytes, T. erinacei, M. canis, M. Persicolor T. rubrum, T. mentagrophytes var. interdigitale, E. floccosum Unghia: Tinea unguium/ onychomycosis T. rubrum, T. mentagrophytes var. interdigitale, Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes, E. floccosum (agenti della tinea capitis possono pure essere riscontrati nelle unghie delle dita in soggetti con infezione del cuoio capelluto) Specie Acremonium, specie Alternaria, specie Aspergillus, specie Fusarium, Scytalidium dimidiatum, Scytalidium hyalinum, Scopulariopsis brevicaulis, Onychocola canadensis, Candida albicans, C. guilliermondii, C. parapsilosis, C. tropicalis Capello: Tinea favosa Tinea capitis Trichophyton schoenleinii M. canis, M. audoinii, T. tonsurans, T. soudanense, T. verrucosum, T. violaceum Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 9 di 22

1 CONSIDERAZIONI SULLA SICUREZZA 11-21 1.1 PRELIEVO DEL CAMPIONE Porre attenzione se per prelevare i campioni si usano bisturi con lame affilate o forbici. I campioni devono essere inseriti in un contenitore robusto di carta, chiuso con una molletta, posto in contenitore di plastica o confezione commerciale specificamente predisposta per la raccolta ed il trasporto di materiale cutaneo, unghie e capelli. Se è possibile ottenere un raschiamento cutaneo, pressare sulla lesione un nastro adesivo pulito, prelevare e trasferire il materiale su vetrino con la superficie del nastro rivolta verso il basso. Trasportare in laboratorio in appropriato contenitore porta vetrini. Raschiamenti cutanei e capelli prelevati con strappo sono i materiali d elezione per la diagnosi di infezione del cuoio capelluto, ma per la raccolta dei campioni, si può utilizzare anche uno spazzolino da denti sterile monouso. Questi materiali devono essere trasportati in laboratorio inseriti in contenitore di plastica sterile. I capelli, se di lunghezza sufficiente, devono essere strappati con pinze, avvolti in foglio di carta nero o inseriti in confezioni commerciali con le scaglie cutanee. 1.2 CONSERVAZIONE E TRASPORTO DEL CAMPIONE Contenitore sterile, impermeabile, inserito in contenitore chiuso. 1.3 PROCEDURA SUL CAMPIONE Processare tutti i campioni in condizioni di Contenimento di Livello 2, se non si sospettano infezioni da Blastomyces dermatitidis, Coccidioides immitis, Histoplasma capsulatum, Paracoccidioides brasiliensis, Cladophialophora bantiana (in precedenza Xylohypha bantiana o Cladophialophora bantianum) o Penicillium marneffei; in questo caso le manipolazioni devono essere eseguite in cabina microbiologica di sicurezza in ambiente di Contenimento di Livello 3. Com è noto, molti funghi sono dotati di componenti allergizzanti, si raccomanda pertanto di limitare la disseminazione delle spore. L idrossido di potassio (KOH) al 10% 30% usato per l esame microscopico dei campioni dermatologici ha effetti corrosivi. Note: In letteratura sono descritte diverse concentrazioni di KOH comprese fra il 10% ed il 30. Se si utilizzano concentrazioni fra il 10% ed il 15%, i campioni richiederanno più tempo per essere parzialmente digeriti, il 30% è molto corrosivo. Ciascun laboratorio deve continuare ad utilizzare la concentrazione che ritiene più appropriata. Le linee guida precedentemente esplicitate devono essere supplementate con la COSHH locale e la valutazione del rischio. La valutazione del rischio deve includere anche linee guida per i casi di esposizione accidentale. E essenziale il rispetto delle regolamentazioni postali e di trasporto. Fare riferimento alle attuali linee guida sulla sicurezza durante la manipolazione dei microrganismi descritti in questa POS. 2 PRELIEVO DEL CAMPIONE 2.1 TEMPO OTTIMALE PER IL PRELIEVO DEL CAMPIONE N/D Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 10 di 22

2.2 TIPO APPROPRIATO DI CAMPIONE E METODO DI PRELIEVO Cute Prima del prelievo del campione cute ed unghie dei pazienti possono essere tamponate con alcol 70%; questa procedura è particolarmente importante se sono state applicate creme, lozioni o prodotti in polvere. I margini delle lesioni cutanee forniscono la maggior quantità di elementi fungini vitali. Le lesioni devono essere raschiate con lama smussata di bisturi. Se con il raschiamento si ottiene materiale insufficiente, pressare sulla lesione un nastro adesivo e trasferirlo su vetrino pulito per il successivo trasporto in laboratorio ( prelievo per asportazione ). Unghie Campioni di unghia di buona qualità sono difficili da prelevare. Specificare se il campione proviene da unghie della mano o del piede. Prelevare il materiale da unghie che hanno perso colorazione, o sono distrofiche o da parti residue. Le unghie coinvolte devono essere recise il più distante possibile per il loro intero spessore e devono includere ogni tipo di materiale a consistenza ridotta. Possono essere utili sonde perforanti le unghie, bisturi e dispositivi per sollevamento ed è richiesta la loro sterilizzazione fra un paziente e l altro. Se si manifesta interessamento di tipo superficiale (onicomicosi superficiale bianca) il materiale ungueale può essere raccolto per raschiamento. Campioni associati a lesioni cutanee sono presumibilmente infettati dallo stesso tipo di microrganismo e forniscono risultati colturali positivi con maggior frequenza. Capelli I campioni del cuoio capelluto devono includere frammenti cutanei e capelli strappati o loro radici. Per l esame diretto i capelli recisi non sono appropriati perché di solito le aree infette sono adiacenti alla superficie del cuoio capelluto. Quando per l esame colturale si dispone di poco materiale di desquamazione del cuoio capelluto, prelevare il campione con spazzole, tamponi o spazzolini da denti. Per l esame diretto questi campioni non possono in ogni modo sostituire il raschiamento. 2.3 QUANTITA ADEGUATA E NUMERO APPROPRIATO DI CAMPIONI I raschiamenti, le rasature ed i capelli raccolti con strappo devono essere abbondanti e rappresentativi. Devono essere prelevati più raggruppamenti da sedi diverse. 3 TRASPORTO E CONSERVAZIONE DEL CAMPIONE 3.1 TEMPO FRA PRLIEVO DEL CAMPIONE E PROCEDURA ANALITICA I campioni devono essere mantenuti a temperatura ambiente e trasportati e processati il più presto possibile; i funghi possono rimanere vitali per alcuni mesi nei campioni mantenuti in condizioni asciutte. 3.2 ACCORGIMENTI PARTICOLARI PER RIDURRE IL DETERIORAMENTO I campioni devono essere conservati all asciutto a temperatura ambiente. 4 PROCEDURA SUL CAMPIONE 4.1 SELEZIONE DELLA PROVA Selezionare una parte significativa di campione per l esame microscopico e colturale. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation an d Standardad Laboratory Pagina 11 di 22

4.2 MICROSCOPIA 4.2.1 STANDARD Campioni cutanei Tagliare in piccoli frammenti (1-2 mm) ed inserirne 5 o 6 in una goccia di idrossido di potassio al 10% - 30% (KOH) posta su vetrino da microscopio. Coprire con coprioggetto ed attendere 15 20 minuti a temperatura ambiente. Se il materiale è insufficiente per l esame microscopico e quello colturale, privilegiare l esame microscopico, salvo il caso in cui il clinico l abbia eseguito in precedenza. Segnalare sul modulo di richiesta l insufficienza del materiale per l esecuzione dell esame colturale. Al termine della digestione del materiale cutaneo, premere sul coprioggetto per spremere i frammenti e renderli trasparenti; allontanare l eccesso di KOH. Esaminare tutti i vetrini con obiettivo 10x. L osservazione di ife fungine deve essere confermata con ingrandimento 40x. Le infezioni da dermatofiti presentano ife settate, ramificate, di diametro uniforme, che possono sviluppare catene di spore rettangolari (definite artrospore: queste originano dalla frammentazione delle ife). E utile prendere nota della presenza di artrospore perché è indice di infezione da dermatofiti. E importante ricordare che più del 35% di unghie infettate da dermatofiti non è in grado di sviluppare esami colturali positivi; per la diagnosi è pertanto di primaria importanza un accurato esame microscopico. Nei casi di pityriasis versicolor 10, il fungo appare come un conglomerato di cellule sferiche o semisferiche associate a corte ife non ramificate. Questo riscontro deve essere refertato come Esame microscopico compatibile per Tinea versicolor. Nei campioni cutanei ed ungueali le Candida presentano di solito aspetto ovale, con gemmazioni d aspetto lievitiforme a parete sottile, protrudenti da una base ristretta, associate a filamenti di vere o pseudoife. Talvolta si osservano solo cellule di lievito. Campioni ungueali Sminuzzare in piccoli frammenti (1-2 mm) o raschiare il materiale dalle superfici superiore ed inferiore dell unghia(e). Inserire 5 o 6 frammenti rappresentativi in una goccia di KOH al 10% - 30% su un vetrino da microscopio. Coprire con coprioggetto ed attendere almeno 30 minuti a temperatura ambiente. Se il campione è costituito da più di un frammento, usare alcuni di loro per l esame microscopico ed gli altri per la coltura.. Osservare i vetrini con obiettivo 10x. La presenza di ife fungine deve essere confermata con ingrandimento 40x. La presenta di tipiche catene di spore rettangolari (definite artrospore, emergenti dalla frammentazione delle ife) è caratteristica per l infezione da dermatofita. Queste formazioni non sono di solito presenti nelle altre infezioni delle muffe che infettano le unghie; registrare pertanto questa importante osservazione che può aiutare a valutare l isolamento di una muffa non dermatofitica isolata successivamente. L esame microscopico diretto dei campioni ungueali non è in grado di differenziare i dermatofiti dagli altri tipi di muffe, ad eccezione di Scopulariopsis brevicaulis, i cui i tipici conidi a base piatta si possono formare in tasche aeree all interno dell unghia. Le muffe non dermatofitiche infettano solitamente unghie danneggiate da traumi, malattie o concomitanti infezioni da dermatofiti e rappresentano meno del 5% delle infezioni ungueali. Queste muffe sono sensibili alla cycloheximide e per consentire la loro crescita i campioni positivi all esame microscopico devono essere seminati su agar Sabouraud destrosio con cloramfenicolo (SABC) e agar Sabouraud destrosio con cloramfenicolo e actidione (SABCA). Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 12 di 22

Campione di capelli Tagliare i capelli 5 o 6 mm sopra la radice e trasferire 5 o 6 radici su un vetrino da microscopio immergendole in una goccia di KOH al 10% - 30%. Coprire con coprioggetto e lasciare rammollire per 20 minuti a temperatura ambiente. I capelli non devono essere schiacciati perché quelli infetti possono disgregarsi e perdere la caratteristica disposizione diagnostica delle artrospore. Se i capelli presentano caratteristiche d infezione, registrare le dimensioni delle artrospore e la loro disposizione seguendo le indicazioni della tabella 2. Tabella 2. Dimensione e disposizione delle artrospore Fungo Dimensione (µm) artrospore Disposizione Microsporum audouinii Piccola 2-5 Ectothrix Microsporum canis Piccola 2-5 Ectothrix Trichophyton mentagrophytes Piccola 3-5 Ectothrix Trichophyton erinacei Piccola 3-5 Ectothrix Trichophyton verrucosum Grande 5-10 Ectothrix Trichophyton tonsurans Grande 4-8 Endothrix Trichophyton violaceum Grande 4-8 Endothrix Trichophyton soudanense Grande 4-8 Endothrix Registrare le caratteristiche microscopiche sul modulo di richiesta. Raschiamenti cutanei 10 Applicare un nastro adesivo impermeabile trasparente sull area infetta, staccare ed appiccicarlo su vetrino sterile per l esame microscopico. Se la diagnosi clinica è 'tinea/pityriasis versicolor', rimuovere il nastro dal supporto e depositarlo su una goccia di cristal violetto all 1% distribuita su un vetrino da microscopio; lavare con acqua corrente dopo un minuto. Esaminare al microscopio. Nei casi di tinea/pityriasis versicolor, il fungo (Malassezia) appare corto, con ife non ramificate associate a lieviti commensali Malassezia. 4.2.2 TECNICHE DI COLORAZIONE SUPPLEMENTARI PARTICOLARI La disponibilità di un microscopio a fluorescenza consente l uso di preparati, quali il bianco calcoflour o il blankophor, che possono migliorare la ricerca nei campioni cutanei, ungueali e capelli. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 13 di 22

Campioni cutanei e capelli Il calcofluor bianco (0.1%) può essere usato a temperatura ambiente in proporzioni uguali al KOH 10% - 30%. Depositare il colorante sul materiale predisposto sul vetrino da microscopio e ricoprire con coprioggetto; lasciare rammollire per 20 minuti e proteggere dalla luce. A digestione avvenuta, esercitare pressione sul campione per formare uno strato singolo di cellule; esaminare con microscopio a fluorescenza con sorgente a 360-370 nm. La luce fluorescente emessa è blu-bianca. Campioni ungueali E importante che i campioni ungueali siano rammolliti prima dell aggiunta di calcofluor bianco; in caso contrario il composto non penetra nel tessuto. Inserire pochi frammenti di unghie tagliate in una provetta di dimensioni ridotte, immergere in 10% - 30% di KOH e lasciare digerire per 30 min a temperatura ambiente. Trascorso questo tempo, rimuovere i frammenti d unghia dalla provetta con una pipetta, trasferirli sulla superficie di un vetrino, aggiungere una goccia di calcofluor, ricoprire con coprioggetto, esercitare pressione per formare uno strato sottile di cellule. Esaminare con microscopio a fluorescenza con sorgente a 360-370 nm. La luce fluorescente emessa è blu-bianca. Questo metodo di colorazione evidenzia una parte di tessuto cutaneo ed ungueale cui sono associate sole forme di lievito Malassezia. Questi commensali non devono essere considerati agenti causali d infezione. 4.3 ESAME COLTURALE E MODALITA DI RICERCA 4.3.1 STANDARD Cute Se dopo l esame microscopico è rimasto materiale sufficiente, trasferire circa 20 frammenti di cute su piastra di agar peptone glucosio (Sabouraud) addizionata con cycloheximide e cloramfenicolo. Se il materiale e di dimensioni ridotte, spargere sulla piastra di questo terreno tutto il materiale rimasto. Se il clinico segnala la possibilità di infezione da Scytalidium dimidiatum (Hendersonula toruloidea) (che, con la variante bianca di Scytalidium hyalinum, è l unica muffa in grado di causare lesioni simildermatofitiche ai palmi delle mano, piante e sindattilie dei piedi), seminare il campione in terreno privo di cycloheximide per consentire la crescita di questo microrganismo. La Tinea nigra, causata dalla muffa Phaeoannellomyces werneckii, è una rara manifestazione che solitamente forma aree di pigmentazione nera sulla cute del palmo della mano ed è distinguibile clinicamente dalle lesioni dermatofitiche. Al microscopio si osservano ife settate di colore marrone scuro. Non essendo una muffa dermatofitica, i materiali per la coltura dei pazienti sospetti per infezione da tinea nigra devono essere seminati su terreno privo di cycloheximide. Incubare le piastre a 26 C - 30 C per 7-14 giorni, verificare la crescita settimanalmente: deve essere identificato e segnalato lo sviluppo di dermatofiti. Prima dell eliminazione, le piastre devono essere incubate di nuovo a 26 C - 30 C per altre 3 settimane, oppure a temperatura ambiente (risparmio di spazio nel termostato), per confermare l identificazione del dermatofita al controllo macroscopico. Le colture negative con esame microscopico positivo possono essere segnalate con referto anche dopo 7 giorni, ma le piastre devono essere incubate di nuovo a 26 C - 30 C per un altra settimana ed esaminate a due settimane prima della loro eliminazione: deve essere emesso un referto modificato se si isola un dermatofita a lenta crescita. Se non si manifesta crescita dal materiale con esame microscopio positivo per fungo, controllare i frammenti di cute con microscopio per la lettura delle piastre e verificare che non sia presente una lenta crescita di Trichophyton verrucosum (colonie a spillo). Se un esame accurato non rivela alcuna crescita, inviare un referto preliminare ed eseguire altre colture su agar glucosio peptone addizionato con cloramfenicolo e agar peptone glucosio con cloramfenicolo e cycloheximide, ed incubare di Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 14 di 22

nuovo la piastra originale. Se è disponibile materiale per una sola piastra deve essere utilizzata la prima delle due indicate in precedenza. Se non è disponibile materiale deve essere emesso un referto finale adeguato. Unghia Seminare circa 20 frammenti rappresentativi sulla superficie di agar glucosio peptone addizionato con cloramfenicolo e cycloheximide ed altri 20 su piastra di agar glucosio peptone addizionata solo con cloramfenicolo. Se non si dispone di quantità sufficiente di materiale per la seminana di entrambe le piastre, scegliere quella con cloramfenicolo e cycloheximide. Incubare le piastre 26 C - 30 C per 7-14 giorni, verificare la crescita settimanalmente: identificare e refertare lo sviluppo di dermatofiti. Prima dell eliminazione, le piastre possono essere incubate di nuovo per altre 3 settimane a temperatura ambiente; controllare ed identificare l eventuale sviluppo di dermatofiti. Le colture negative possono essere refertate dopo 7 giorni, ma le piastre devono essere incubate di nuovo per un altra settimana ed esaminate a due settimane prima della loro eliminazione: se si isola un dermatofita a lenta crescita deve essere emesso un referto modificato. Se non si manifesta crescita da materiale con esame microscopio positivo per fungo, emettere un referto preliminare e predisporre colture successive su agar glucosio peptone addizionato con cloramfenicolo e su agar glucosio peptone addizionato con cycloheximide, incubare di novo la piastra originale. Se è disponibile materiale per una sola piastra deve essere utilizzata la prima delle due indicate in precedenza. Se non è disponibile materiale deve essere emesso un referto finale adeguato. Capelli Seminare le restanti radici dei capelli ed i frammenti di cute su una piastra di agar glucosio peptone addizionata con cloramfenicolo e cycloheximide. Incubare le piastre a 26 C - 30 C per 7-4 giorni controllando settimanalmente: se si sviluppa crescita di un dermatofita, procedere all identificazione e refertare. Prima della loro eliminazione, conservare le piastre a temperatura ambiente per tre settimane per confermare l identificazione al controllo macroscopico. Le colture negative possono essere refertate dopo 7 giorni, incubare di nuovo le piastre per una settimana e controllare dopo due settimane prima di scartarle. Se non si manifesta crescita dal materiale con esame microscopio positivo per fungo, controllare i frammenti di cute adesi ai capelli con microscopio per lettura di piastre e verificare che non sia presente una crescita lenta di Trichophyton verrucosum o di T. violaceum (colonie a spillo). Se un esame accurato non rileva sviluppo, inviare un referto preliminare e predisporre colture successive su agar glucosio peptone addizionato con cloramfenicolo e peptone glucosio con cloramfenicolo e cycloheximide, ed incubare di nuovo la piastra originale. Se è disponibile materiale per una sola piastra deve essere utilizzata la seconda delle due indicate in precedenza. Se non è disponibile materiale emettere un referto finale adeguato. Raschiamenti Se si ricevano due campioni, staccarli dal vetrino da microscopio e trasferirne uno sulla superficie di un agar glucosio peptone addizionato con cloramfenicolo e l altro su agar glucosio peptone addizionato con cloramfenicolo e cycloheximide. Se si riceve un solo campione, trasferirlo su piastra di agar addizionata con cloramfenicolo e cycloheximide. Incubare le piastre a 26 C - 30 C per 7-14 giorni; verificare la crescita settimanalmente, se si sviluppa un dermatofita identificarlo e refertare. Prima della loro eliminazione le piastre devono essere mantenute a temperatura ambiente per tre settimane per confermare l identificazione macroscopica. Le colture negative possono essere refertate dopo 7 giorni, ma le piastre devono essere incubate di nuovo per un altra settimana prima della loro eliminazione e devono essere ancora esaminate dopo due settimane dalla semina: emettere un referto di correzione se si isolano dermatofiti a lenta crescita. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 15 di 22

Tutti i campioni Se dopo due settimane di incubazione si rende evidente una crescita, ma il fungo non può essere identificato, eseguire sottocoltura su una nuova piastra di agar peptone glucosio, agar lactritmel di Borelli, e/o agar Malto, e/o terreno di prova per dermatofiti (DTM); incubare tutte le colture per un altra settimana. Utilizzare una provetta con agar urea a becco di clarino per differenziare Trichophyton rubrum e Trichophyton interdigitale; i T. rubrum (fatta eccezione per la forma granulare) sono ureasi negativi. Se gli isolati non sono ancora identificabili, inviare il ceppo ad un Mycology Reference Laboratory. 4.3.2 PROVE SUPPLEMENTARI E consigliato l uso di agar a becco di clarino perché riduce le possibilità di contaminazione da muffe ambientali; è inoltre importante seminare in coltura materiale sufficiente. Per l esame colturale di ogni campione seminare almeno due becchi di clarino con 20 frammenti rappresentativi di tessuto. In alternativa, sigillare le piastre con nastro adesivo idoneo. In assenza di particolari problemi di contaminazione aerea del laboratorio, queste misure possono non essere necessarie. La sterilizzazione a caldo dei supporti per piastre dopo il loro uso può ridurre la contaminazione. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 16 di 22

4.3.3 TERRENI DI COLTURA E MICRORGANISMI: Aspetti clinici/ Condizioni Terreni standard Incubazione Lettura colture Microrganismo(i) ricercati Temp C Atmosfera Tempo Dermatomicosi onocomicosi, infezione cuoio capelluto SABCA* 26-30 Aerobica 7-14 giorni microscopici negativi 7 21 giorni microscopici positivi 7-21 giorni secondo disponibilità Dermatofiti e lieviti Onicomicosi SABC** 26-30 Aerobica 7-14 giorni microscopici negativi 7 21 giorni microscopici positivi 7-21 giorni secondo disponibilità Dermatofiti, muffe e lieviti Terreni ottimali Incubazione Lettura colture Microrganismo(i) ricercati Temp C Atmosfera Tempo Malto 26-30 Aerobica 7 e 14 giorni 7-14 giorni Favorisce la sporulazione delle muffe Lactritmel di Borrelli 26-30 Aerobica 7 e 14 giorni 7-14 giorni Favorisce la sporulazione dei dermatofiti Terreno per dermatofiti 26-30 Aerobica 4 e 7 giorni 4-7 giorni Favorisce la differenziazione dei dermatofiti; attenzione ad alcuni nondermatofiti che possono causare cambiamenti di colore Urea 22 26-30 Aerobica 4 e 7 giorni 4-7 giorni Utilizzato per differenziare T. rubrum (ureasi negativo) e T. interdigitale (ureasi positivo) Considerazione su altri microrganismi occasionalmente funghi non-dermatofiti causano micosi superficiali, più frequentemente nei campioni ungueali. Questi comprendono: specie Acremonium, Aspergillus, Candida, Chrysosporium, Fusarium, Scopulariopsis brevicaulis e Scytalidium. *Agar Sabouraud destrosio con cloramfenicolo e cycloheximide ** Agar Sabouraud destrosio con cloramfenicolo Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 17 di 22

4.4 IDENTIFICAZIONE I microrganismi devono essere identificati a livello di specie e ciò consente di rilevare importanti informazioni epidemiologiche sulla rintracciabilità della sorgente dell infezione ed un aiuto per la scelta della terapia. 4.4.1 INVIO AI LABORATORI DI RIFERIMENTO Inviare per conferma i dermatofiti di isolamento non frequente ad un Mycology Reference Laboratory. Inviare per l identificazione anche altri isolati non identificabili se esiste chiara evidenza di infezione (campioni positivi all esame microscopico sviluppati in coltura pura da alcuni frammenti di tessuto). 4.5 SENSIBILITA AGLI ANTIMICROBICI L indicazione clinica per la definizione della sensibilità delle colture dei dermatofiti non è frequente; queste devono essere inviate per la conferma ad un Mycology Reference Laboratory. 5 PROCEDURA DI REFERTAZIONE 5.1 MICROSCOPIA I laboratori devono emettere un referto preliminare fornendo i risultati dell esame microscopico diretto dei campioni di tipo dermatologico. Refertare tutti i campioni inviati per la diagnosi di tinea/pityriasis versicolor precisando: esame microscopico compatibile per Tinea versicolor ; seguirà referto finale. I referti devono essere emessi il più presto possibile dopo la conclusione dell esame microscopico. Nota: La diagnosi di pityriasis versicolor si avvale di particolari caratteristiche differenziali riscontrate con i rilievi microscopici. L agente eziologico, il lievito Malassezia furfur, non si sviluppa sull agar Sabouraud privo di supplemento lipidico 10. 5.1.1 TEMPO PER REFERTO MICROSCOPICO Refertare dopo 24-48 ore 5.2 COLTURA I referti dei campioni dermatologici devono essere emessi dopo incubazione delle piastre a 26 C - 30 C per una o due settimane. Se l esame microscopico è negativo e non si sviluppa crescita evidente dopo una settimana d incubazione, può essere emesso un referto finale, ma la coltura deve essere incubata di nuovo per un altra settimana. Se si sviluppa crescita dopo incubazione di una o due settimane, identificare il dermatofita ed emettere il referto finale. Le muffe non-dermatofitiche diverse da Scytalidium dimidiatum, Scytalidium hyalinum e Phaeoannellomyces werneckii di solito non sono patogene per il tessuto cutaneo. Occasionalmente possono essere isolate da lesioni cutanee muffe di specie Aspergillus, Fusarium, Scedosporium e Penicillium marneffei come risultato di un infezione disseminata o localizzata ad una ferita. Numerose altre muffe, particolarmente gli zigomiceti, possono causare infezione della ferita. Inviare un referto preliminare dopo una o due settimane se non si sviluppa crescita dal materiale seminato ed il fungo è stato riscontrato all esame microscopico. Se si dispone di materiale residuo Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 18 di 22

sufficiente, eseguire nuove colture su agar glucosio peptone addizionato con cloramfenicolo e cycloheximide e/o agar glucosio peptone addizionato con solo cloramfenicolo. Se non si dispone di materiale sufficiente per un nuovo esame colturale, inviare il referto finale dell'esame microscopico, segnalando che il materiale è risultato insufficiente per ripetere la coltura. Isolamento di muffa non-dermatofitica dal tessuto ungueale L isolamento di una muffa non dermatofitica non è considerato significativo se l esame microscopico diretto ha dato esito negativo. Si deve in ogni caso considerare la possibilità di un nuovo tentativo di isolamento di un dermatofita se all esame microscopico sono state osservate catene di artroconidi, in quanto queste possono suggerire un infezione dermatofitica. Non considerare significativa e non segnalare nel referto la presenza di una muffa non-dermatofitica in un campione nel quale è stato isolato un dermatofita. Se l esame microscopico diretto è positivo e non è stato isolato alcun dermatofita, ma si sono sviluppate 1-3 colonie della stessa muffa non-dermatofitica, queste non sono significative salvo che l isolato non sia lo Scopulariopsis brevicaulis e l osservazione microscopica sia compatibile con questo agente eziologico. Se l esame microscopico diretto è positivo e non è stato isolato alcun dermatofita, ma si riscontrano 4 o più colonie della stessa muffa non-dermatofitica in coltura pura, questa deve essere identificata ed il risultato refertato. Se ciò si verifica in assenza di un esame microscopico diretto positivo, si deve ripetere l esame microscopico. Se il suo esito è negativo, richiedere un nuovo campione. Isolamento di lieviti da campioni dermatologici I lieviti isolati non devono essere menzionati nel referto salvo che siano stati riscontrati all esame microscopico diretto, o l anamnesi del campione ungueale riveli specificamente una paranochia cronica e la coltura sviluppi crescita abbondante. 5.2.1 TEMPO DI REFERTO DELLA COLTURA Referto scritto dopo una, due o tre settimane specificando, se appropriato, che sarà emesso un referto successivo. Risultati microscopici urgenti possono essere trasmessi per via telefonica quando disponibili. 5.3 PROVA DI SENSIBILITA AGLI ANTIMICROBICI Refertare le sensibilità come clinicamente suggerito (raramente). 6.0 SEGNALAZIONI ALLA HPA (LOCALE ED AL CENTRO CDSC PER LE INFEZIONI) 23 I dermatofiti e le infezioni da muffe superficiali non devono essere notificati al CDSC ed al CsCDC. Pubblicazioni della Health Protection Agency: Reporting to the CDR: A guide for laboratories Hospital infection control: Guidance on the control of infection in hospital Fare riferimento alle linee guida attuali del CDSC ed alle indicazioni del COSURV Linee guida locali Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 19 di 22

7 RINGRAZIAMENTI E CONTATTI Questi National Standard Method sono stati sviluppati, riveduti e revisionati dallo Standard Method Working Group for Bacteriology (http://www.hpa.-standardmethods.org.uk/wg_water.asp). Si ringraziano la Dr. Elisabeth Johnson del Mycology Reference Laboratory, Bristol, per gli importanti contributi, le numerose persone appartenenti a laboratori clinici di microbiologia ed alle organizzazioni specialistiche che hanno fornito informazioni e commenti nel corso della preparazione di questo documento, ed il Redattore Medico per la revisione finale. I Metodi Nazionali Standard sono emessi dalla Standards Unit, Evaluations and Standards Laboratory, Centre for Infections, Health Protection Agency London. Per ulteriori informazioni contattare: Standards Unit Evaluations and Standards Laboratory Centre for Infections Health Protection Agency Colindale, London NW9 5EQ e-mail standards@hpa.org.uk Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 20 di 22

BIBLIOGRAFIA 1. Department of Health NHS Executive: The Caldicott Committee. Report on the review of patientidentifiable information. London. December 1997. 2. Evans EGV, Richardson M D, editors. Medical Mycology: A Practical Approach. Oxford University Press; 1989. 3. Larone DH, editor. Medically important fungi. A Guide to Identification. 4th ed. Washington DC: American Society for Microbiology Press; 2002. 4. Campbell CK, Johnson E M, Philpott C, Warnock D W, editors. Identification of Pathogenic Fungi. London: PHLS; 1996. 5. Collier LH, Balows A, Sussman M, editors. Topley and Wilson's Microbiology and Microbial Infections. 9th ed. Vol 3. London: Arnold; 1998. p. 338 6. Weitzman I, Summerbell RC. The dermatophytes. Clin Microbiol Rev 1995;8:240-59. 7. Mügge C, Haustein U-F, Nenoff P. Causative agents of onychomycosis - a retrospective study. J Dtsch Dermatol Ges 2006;4:218-28. 8. Rutecki GW, Wurtz R, Thomson RB. From animal to man: tinea barbae. Curr Infect Dis Rep 2000;2:433-7. 9. Kawada A, Aragane Y, Maeda A, Yudate T, Tezuka T, Hiruma M. Tinea barbae due to Trichophyton rubrum with possible involvement of autoinoculation (Correspondence). Br J Dermatol 2000;142:1064-5. 10. Gupta AK, Bluhm R, Summerbell R. Pityriasis versicolor. J Eur Acad Dermatol Venereol 2002;16:19-33. 11. Advisory Committee on Dangerous Pathogens. 2004 Approved List of Biological Agents. http://www.hse.gov.uk/pubns/misc208.pdf. p. 1-17. 12. Public Health Laboratory Service Standing Advisory Committee on Laboratory Safety. Safety Precautions: Notes for Guidance. 4 th ed. London: Public Health Laboratory Service (PHLS); 1993. 13. Control of Substances Hazardous to Health Regulations 2002. General COSHH. Approved Code of Practice and Guidance, L5. Suffolk: HSE Books; 2002. 14. Health and Safety Executive. 5 steps to risk assessment: a step by step guide to a safer and healthier workplace, IND (G) 163 (REVL). Suffolk: HSE Books; 2002. 15. Health and Safety Executive. A guide to risk assessment requirements: common provisions in health and safety law, IND (G) 218 (L). Suffolk: HSE Books; 2002. 16. Health Services Advisory Committee. Safety in Health Service laboratories. Safe working and the prevention of infection in clinical laboratories and similar facilities. 2 nd ed. Suffolk: HSE Books; 2003. 17. NHS Estates. Health Building Note 15. Facilities for pathology services. 2nd ed. London: The Stationary Office; 2005. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 21 di 22

18. BS EN 12469: 2000. Biotechnology - performance criteria for microbiological safety cabinets. London: British Standards Institution (BSI); 2000. 19. BS 5726: 1992. Microbiological safety cabinets. Part 2. Recommendations for information to be exchanged between purchaser, vendor and installer and recommendations for installation. London: British Standards Institution (BSI); 1992. 20. BS 5726: 1992. Microbiological safety cabinets. Part 4. Recommendations for selection, use and maintenance. London: British Standards Institution (BSI); 1992. 21. Advisory Committee on Dangerous Pathogens. The management, design and operation of microbiological containment laboratories. Suffolk: HSE Books; 2001. 22. Kane J, Fischer JB. The differentiation of Trichophyton rubrum and T. mentagrophytes by use of Christensen's urea broth. Can J Microbiol 1971;17:911-3. 23. PHLS, CDSC. Reporting to the PHLS Communicable Disease Surveillance Centre: a reference for laboratories. May. 2001. Revisione no: 1 Data di revisione 14.03.07, Emesso da Standard Unit, Evaluation and Standardad Laboratory Pagina 22 di 22